Вязкость внеклеточной жидкости усиливает миграцию клеток и распространение рака

Nature, том 611, страницы 365–373 (2022 г.) Процитировать эту статью

49 тысяч доступов

13 цитат

616 Альтметрика

Подробности о метриках

Клетки реагируют на физические стимулы, такие как жесткость1, напряжение сдвига жидкости2 и гидравлическое давление3,4. Вязкость внеклеточной жидкости является ключевым физическим сигналом, который варьируется в зависимости от физиологических и патологических состояний, таких как рак5. Однако его влияние на биологию рака и механизм, с помощью которого клетки чувствуют и реагируют на изменения вязкости, неизвестны. Здесь мы демонстрируем, что повышенная вязкость нелогично увеличивает подвижность различных типов клеток на двумерных поверхностях и в ограниченном пространстве, а также увеличивает диссеминацию клеток из трехмерных опухолевых сфероидов. Повышенная механическая нагрузка, вызванная повышенной вязкостью, индуцирует плотную актиновую сеть, зависимую от комплекса актин-родственного белка 2/3 (ARP2/3), которая усиливает поляризацию Na+/H+ обменника 1 (NHE1) через его актин-связывающего партнера эзрина. NHE1 способствует набуханию клеток и увеличению напряжения мембран, что, в свою очередь, активирует катион ваниллоида 4 временного рецепторного потенциала (TRPV4) и опосредует приток кальция, что приводит к увеличению RHOA-зависимой сократимости клеток. Скоординированное действие ремоделирования/динамики актина, опосредованного NHE1 набухания и сократимости на основе RHOA способствует усилению подвижности при повышенной вязкости. Клетки рака молочной железы, предварительно подвергнутые воздействию повышенной вязкости, приобретают TRPV4-зависимую механическую память посредством транскрипционного контроля пути Hippo, что приводит к усилению миграции у рыбок данио, экстравазации у куриных эмбрионов и колонизации легких у мышей. В совокупности внеклеточная вязкость является физическим сигналом, который регулирует как краткосрочные, так и долгосрочные клеточные процессы, имеющие патофизиологическое значение для биологии рака.

Миграция клеток необходима для различных патофизиологических процессов, таких как развитие, тканевый гомеостаз, иммунный надзор и метастазирование рака. Хотя было показано, что механические силы, возникающие в результате взаимодействия клеток с субстратом и окружающей жидкостью, регулируют поведение миграции клеток6,7,8, влияние физиологически значимой внеклеточной вязкости на функцию клеток остается неясным. На сегодняшний день большинство функциональных анализов клеток in vitro, включая подвижность, выполняются в среде с вязкостью, близкой к вязкости воды (0,7 сантипуаз (сП) при 37 °C). Однако вязкость интерстициальной жидкости варьируется до 3,5 сП (ссылка 9) и может быть дополнительно увеличена макромолекулами, такими как муцины, секретируемые не только резидентными эпителиальными клетками в различных тканях, но и опухолевыми клетками10. Первичный рост опухоли может сдавливать лимфатические сосуды и нарушать дренаж11, что со временем приводит к накоплению макромолекул. Повышенная деградация внеклеточного матрикса в местах опухоли также усугубляет скученность макромолекул12, что может еще больше увеличить вязкость интерстициальной жидкости13. Примечательно, что физиологическая вязкость цельной крови колеблется от 4 до 6 сП и может превышать 8 сП при патологических нарушениях14.

Предыдущие исследования показали, что супрафизиологическая вязкость (≥40 сП) увеличивает подвижность карциномы и нормальных клеток на двумерных (2D) поверхностях15,16. Это довольно противоречиво, поскольку вязкость замедляет движение частиц внутри жидкости. Тем не менее, ключевые фундаментальные и трансляционные вопросы остаются без ответа, в том числе, как клетки воспринимают физический сигнал повышенной, но физиологически значимой внеклеточной вязкости; изменяет ли повышенная вязкость фенотип клеток и основные механизмы передвижения клеток; как цитоскелет взаимодействует с ионными каналами и транспортерами, обеспечивая эффективную миграцию при повышенной вязкости; переносится ли более быстрая подвижность, наблюдаемая in vitro, на условия in vivo, и если да, то влияет ли воздействие на клетки повышенной вязкости на метастазы рака.

Чтобы исследовать влияние повышенной вязкости внеклеточной жидкости на функцию клеток in vitro, мы включили количества метилцеллюлозы массой 65 кДа в среду для культивирования клеток, необходимые для получения сред с вязкостью в диапазоне от 0,77 сП (0%) до 8 сП (0,6%) при 37 °C без существенного изменения осмолярности среды (расширенные данные, рис. 1а, б). Используя клетки рака молочной железы MDA-MB-231 в качестве модели, мы обнаружили, что скорость миграции внутри ограничивающих (ширина × высота = 3,5 × 10 мкм) каналов на основе полидиметилсилоксана (ПДМС)17 (расширенные данные, рис. 1c) увеличивается с увеличением внеклеточной вязкости. , достигая пика при 5–8 сП (рис. 1а). Среды с повышенной (8 сП) вязкостью с использованием альтернативных биологически инертных макромолекул, таких как декстран (500 кДа)2 и поливинилпирролидон К-90, также поддерживали более быструю подвижность (расширенные данные, рис. 1d–f), тогда как низкомолекулярный декстран (6 кДа), использованный с молярностью, аналогичной (~ 1,95 мкМ) декстрану 500 кДа, не усиливал ограниченную миграцию (расширенные данные, рис. 1g). Эти данные показывают, что повышенная вязкость внеклеточной жидкости усиливает миграцию клеток MDA-MB-231 в условиях изоляции независимо от природы макромолекул. Повышенная скорость миграции при повышенной вязкости также наблюдалась при использовании различных опухолевых клеток (метастатических клеток головного мозга MDA-MB-231-BrM2, полученных из рака молочной железы (далее BrM2)18, карциномы молочной железы SUM15919 и остеосаркомы человека (HOS)) и нераковых клеток ( нормальные фибробласты человека и гладкомышечные клетки аорты человека (hAOSMCs)) (рис. 1б).

0.96. The x axis is discontinued between 0.25 and 0.75 to highlight differences at the cell edges. n, Confined migration speeds of SC versus ARP3/ARPC4 double-knockdown cells (n = 90) from 3 experiments. For e, g, j and n, data are mean ± s.d. Unless otherwise indicated, statistical comparison was performed with respect to 0.77 cP. Statistical analysis was performed using Kruskal–Wallis tests followed by Dunn's test (a and n), Mann–Whitney U-tests (BrM2 only) or unpaired t-tests after log-transformation (other cells) (b), unpaired t-tests (e, g and j) and two-way analysis of variance (ANOVA) followed by Šidák's test (h and m). Scale bars, 250 μm (c), 50 μm (d), 25 µm (f, white), 3 µm (f, red), 10 µm (h), 2 µm (i), 20 µm (l). The cell model was MDA-MB-231 unless otherwise indicated. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001, ****P < 0.0001./p>

5 nuclei./p>8 data points, the D’Agostino–Pearson omnibus normality test was used to determine whether data were normally distributed. Datasets with Gaussian distributions were compared using two-tailed Student's t-tests and one-way ANOVA followed by Tukey's post hoc test. For log normal distribution, statistical comparison was made after logarithmic transformation of the data followed by unpaired two-tailed Student's t-tests or one-way ANOVA followed by Tukey's post hoc test. For non-Gaussian distributions, nonparametricMann–Whitney U-tests were used comparing two conditions, and comparisons for more than two groups were performed using Kruskal–Wallis tests followed by Dunn's multiple-comparison test. Select experiments were analysed using two-way ANOVA followed by Šidák's or Tukey's multiple-comparisons test. Analysis was performed using GraphPad Prism 7, 8 or 9 (GraphPad Software). P < 0.05 was considered to be statistically significant; *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. The exact sample size, number of replicates, P values and statistical tests performed are provided in Supplementary Information 5–19./p>

200 cells per ROI imaged, for ≥6 ROIs from 2 experiments. l, Cell entry time in confining channels at the indicated viscosities. Data represent the mean ± s.d. for n = 52 cells from 3 experiments. Tests performed: Kruskal-Wallis followed by Dunn's multiple comparisons (e–g), unpaired t-test (i), and after log transformation of data (h,l), and two-way ANOVA followed by Šidák's multiple comparisons (j,k)./p>

450 events in 20 cells per condition imaged over 3 experiments. h, (Top) Snapshots of confocal micrographs of Lifeact-GFP-expressing MDA-MB-231 cells on 2D at 0.77 cP and 8 cP. The dashed yellow lines are used for kymographs at the bottom. At 0.77 cP, the leading edge extends and contracts rapidly as indicated by the "spikes" in the kymograph (red arrowheads). At 8 cP, the leading edge has slow yet persistent growth (yellow arrowhead) with occasional retraction events (red arrowhead). White bars: 10 µm; for kymographs, black horizontal bar: 5 µm and vertical bar: 30 s. i, Representative time-lapse confocal image sequence of PA-GFP fused actin dynamics after it is activated at the interior of cells on 2D. Red "X" symbols indicate points of UV excitation. Scale bar: 25 µm. j,k, Uninterrupted protrusion growth rate (j) and retrograde actin flow rate (k) in β-actin-mRFP-PAGFP-expressing MDA-MB-231 cells on 2D at 0.77 and 8 cP. Data are mean ± s.d. for n≥ 36 cells from 3 experiments. Tests performed: Two-way ANOVA followed by Šidák's multiple comparisons (b,c), Kruskal-Wallis followed by Dunn's multiple comparisons (d,e), Mann Whitney test (j), and unpaired t-test (k). Images are representative of 3 (a,h,i) experiments./p>

0.05 for all time points between 0.77 and 8 cP for SC versus dual shMIIA/MIIB (m) and vehicle versus Y27632 (n). o,p, (Left) Confocal images showing the spatial localization of MIIA-GFP in cells migrating on 2D at 0.77 and 8 cP (o) or 8 cP only in the presence of vehicle control or Y27632 (p). (Right) Intensity profile along dashed red line in corresponding images. Intensity was normalized to the highest intensity along the scan. Scale bars: 10 µm. q–t, Retrograde actin flow rate (q) and uninterrupted protrusion growth rate (s) in wild-type cells expressing β-actin-mRFP-PAGFP on 2D at 8 cP in the presence of vehicle control, Y27632, GSK 2193874 (GSK2) or CK666. Similar measurements were made for SC and shMIIA cells (r,t). Data are mean ± s.d. for n≥21 cells from ≥2 experiments. Tests performed: Mann Whitney test (a,b,r), unpaired t-test (c) and after log transformation (t), Kruskal-Wallis followed by Dunn's multiple comparisons (e,k,q,s), one-way ANOVA followed by Tukey's multiple comparisons (f), one-way ANOVA followed by Tukey's between segments in each group (h), and two-way ANOVA followed by Tukey's multiple comparisons (m,n). Images in i,o,p are representative of 2 and in g of 5 biological replicas. Cell model: MDA-MB-231./p>

Блог

Вязкость внеклеточной жидкости усиливает миграцию клеток и распространение рака